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全氟及多氟烷基化合物（per- and polyfluoroalkyl substances，PFASs），简称全氟化合物，即指化合物分子中与碳原子相连的多个或者全部氢原子被氟原子取代的有机化合物[1]。碳-氟(C—F)键键能较高，导致全氟化合物具有疏油、疏水、耐酸碱、热稳定性和弱分子间相互作用等特性[2]。据不完全统计，过去的几十年中超过4700种全氟化合物被广泛应用于消防、表面活性剂、制冷和催化剂[3-6]等行业，并因为其具有较强的生物富集潜力、生态毒性和长距离迁移能力等，已成为全球性污染物[7-10]。例如目前使用最广的全氟化合物之一的全氟辛酸（perfluorooctanic acid，PFOA），在极地野生动物的血液和器官组织中均有检出[11]；毒理学研究表明全氟辛酸具有肝毒性、免疫毒性和神经毒性等[12]。
2014年，PFOA被国际癌症研究所划分为“人类可疑致癌物”[13]，2019年正式将PFOA及其衍生品列入《斯德哥尔摩公约》，限制其生产和使用[14]。新型全氟化合物-六氟环氧丙烷二聚体铵盐（ammonium hexafluoropropylene oxide dimer acid，HFPO-DA，商品名Gen X）和六氟环氧丙烷三聚体羧酸（hexafluoropropylene oxide trimer acid，HFPO-TA）（化学结构如图1所示）是目前最主要的PFOA替代物。近年来的环境监测显示，在氟化学工厂附近生活的19—40岁中青年血液中HFPO-TA的检出率为99.2%，其浓度远高于其他新型全氟化合物[15]。在中国南海江豚和海豚的肝脏样品中HFPO-DA的检出率为92%，对样品中总全氟化合物的贡献率为1%。在连续6年的生物监测中，HFPO-DA在海洋哺乳动物体内的浓度呈现出明显的上升趋势[16]。因此新型全氟化合物的生物富集和环境风险值得进一步的关注和研究。
建立一种操作简单且准确度、精密度和灵敏度高的方法，将为后续研究新型全氟化合物的环境行为和生物监测奠定基础。已有的关于传统全氟化合物分析方法多采用阴离子交换液液萃取和WAX固相萃取小柱净化等手段[16-17]。该方法存在操作复杂、耗时长、有机溶剂用量大、经济成本高等不足。对于需要开展大批量样品检测的生物监测类研究，开发一种简便、快捷的方法以提高分析效率尤为重要。基于绿色化学理念的QuEChERs（quick, easy, cheap, effective, rugged, and safe）方法是传统多残留分析方法的简化版[18]，于2003年首次被报道应用于食品基质中农药多残留的提取分析[19]。经过研究人员的不断拓展创新，QuEChERs方法已经逐渐被应用于测定环境、食品和生物样品中的多氯联苯、多环芳烃、有机磷阻燃剂和传统全氟化合物[18, 20-21]。已有文献报道将其应用于动物源性食品中传统直链全氟化合物的提取[22-26]，对于将QuEChERs方法应用于小鼠器官中新型全氟化合物的提取分析还鲜有报道。
本研究借助QuEChERs和分散固相萃取（dispersive solid-phase extraction，d-SPE）净化方法结合超高效液相色谱串联三重四极杆质谱（UPLC-MS/MS）建立新型全氟化合物（HFPO-TA和HFPO-DA）和与之替代的传统全氟化合物（PFOA）在小鼠器官中的提取净化分析方法。
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标准样品（HFPO-TA、HFPO-DA和PFOA）均购自梯希爱（上海）化成工业发展有限公司。所用试剂包括：甲醇（色谱纯，默克），乙酸铵（MS级，南试），Milli-Q水（18.25 MΩ·cm，实验室自制），乙腈（分析纯，西陇科学），氯化钠（分析纯，阿拉丁），盐酸（分析纯，南试），甲酸（MS级，阿拉丁）。石墨化炭黑（GCB，120—400目）、十八烷基键合硅胶（C18，40—63 μm）和N-丙基乙二胺（PSA，40—63 μm）购于上海安谱实验科技股份有限公司。
建立方法所需小鼠器官取自未经全氟化合物暴露的Balb/c雌鼠。大脑、心脏、肺、肾脏和肝脏样品收集自江苏生命科技园某医药公司动物房内饲养的小鼠。实验通过实验动物福利与伦理审查。
仪器：QSight® Altus LC-30超高效液相色谱仪（美国Perkin Elmer公司），QSight® 210 三重四极杆质谱仪（美国Perkin Elmer公司），HD-2500多管涡旋混合仪（杭州佑宁仪器有限公司），KH-7000SP超声波清洗器（昆山禾创超声仪器有限公司），Milli-Q超纯水仪( Millipore 公司)，SCIENTZ-10ND低温冷冻干燥机（宁波新芝生物科技股份有限公司)，Lindberg blue M马弗炉（Thermo Scientific公司），ME204分析天平（Mettler Toledo公司）。
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标准储备液的配制：十万分之一天平分别称取0.0101 g的HFPO-TA、HFPO-DA和PFOA的标准品于10 mL容量瓶中，用色谱甲醇溶解并定容可得质量浓度为1000 mg·L−1的标准储备液，保存于4 ℃冰箱中。
混合标准储备液以及标准工作溶液的配制：分别准确转移1 mL标准储备液混合于10 mL容量瓶中，用色谱甲醇稀释并定容；再次吸取混合标准溶液1 mL于10 mL容量瓶中，可分别得质量浓度为100 mg·L−1和10 mg·L−1的混合标准储备液。使用混合溶液（甲醇∶水=1∶1，V/V）做逐级梯度稀释，配制质量浓度为0.005、0.01、0.05、0.1、0.5、1 mg·L−1的标准工作溶液。工作溶液保存在4℃冰箱内。
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液相色谱条件：Perkin Elmer C18色谱柱（2.7 μm，150 mm × 2.1 mm）；柱温：40 ℃；流速：0.3 mL·min−1；进样量：10 μL；流动相：A，1 mmol·L−1乙酸铵水溶液；B，甲醇；梯度洗脱顺序：0—2.5 min，40%—10% A；2.5—4.0 min，10% A；4.0—4.1 min，10%—40% A；4.1—6.0 min，40% A。
质谱条件：电喷雾离子源在负离子条件下搭配多重反应监测模式（MRM）；毛细管电压：0.41 kV；离子源温度：200 ℃；去溶剂气流：氮气，1000 L·h−1；去溶剂温度：500 ℃。
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QuEChERs方法以乙腈做提取溶剂，通过氯化钠等无机盐的盐析作用实现相分离。但是全氟化合物在酸性条件下呈分子态，易于使其进入有机溶剂。已有研究考察了不同浓度（0.05%、0.1%、0.2%和0.3%）盐酸-乙腈溶液对动物源性（猪、牛和羊的肾脏、肝脏和肌肉）食品中13种传统PFASs的提取回收率[26]，0.1%、0.2%和0.3%盐酸-乙腈溶液均能满足食品残留分析要求，且0.2%盐酸-乙腈溶液做提取溶剂时基线平稳，在目标峰出峰位置无杂质共流出，因此本研究采用0.2%盐酸的乙腈为提取溶剂。
小鼠器官于-80 ℃冰箱冷冻，放置冷冻干燥机内真空干燥48 h，使用研钵将其粉碎后，盛于聚丙烯（polypropylene，PP）离心管，在-20 ℃冰箱保存备用。准确称取0.10 g 各小鼠器官样品粉末于15 mL PP离 心管，加入2 mL Milli-Q水，在手中剧烈振荡使其浸湿样品。加入2 mL 0.2%盐酸乙腈，涡旋10 min，超声5 min。每只离心管中加入1 g NaCl，再次涡旋10 min，在4000 r·min−1的条件下离心10 min。1.5 mL上清液转移至装有100 mg PSA、80 mg C18和30 mg GCB的15 mL PP离心管中，在手中急速剧烈上下振摇两次后，涡旋30 s。在4000 r·min−1条件下离心10 min，准确吸取1 mL上清液于4 mL离心管中，控制氮气浓缩仪的水温低于40 ℃，气流使液面产生涟漪条件下浓缩至干。准确加入0.1 mL混合溶液（甲醇:水=1:1, V/V）复溶样品，过0.22 μm PP针式滤器，UPLC-MS/MS分析.
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取小鼠器官样品，按照1.2.3节前处理方法提取净化后，准确量取0.1 mL标准混合工作溶液复溶样品，分别可得质量浓度为0.005、0.01、0.05、0.1、0.5、1 mg L−1的基质匹配标准溶液。分别取混合标准工作溶液和基质匹配标准溶液，按照1.2.2节的仪器条件上机测定。通过Simplicity 3Q软件获取相应数据，提取定量离子对，以定量离子峰面积为纵坐标，质量浓度为横坐标，分别绘制溶剂标准曲线和基质匹配标准曲线。
同时以基质匹配标准曲线最低浓度的信噪比3倍和10倍计算该方法的检出限（Limit of detection, LOD）、定量限（Limit of quantification, LOQ）。具体公式如下：
式中，C为基质标样浓度（μg·L−1）；V为进样体积（μL）。
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本研究依据拟合的溶剂和基质匹配标准曲线线性方程的斜率评估所建立前处理方法的基质效应，计算公式如下：
若|ME| < 20%，无基质干扰效应；若20% ≤ |ME| ≤ 50%，中等基质干扰效应；|ME| > 50%，较强的基质干扰效应[27-28]。
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向小鼠器官样品中添加HFPO-TA、HFPO-DA和PFOA的混合标准液，由于缺乏相应最高残留限量值的支持，参考土壤等环境基质中检出浓度[29]，分别取10 μL的50、100、1000 μg·L−1的混合标准溶液注入空白基质中，使目标分析物在基质中的浓度依次为5、10、100 μg·kg−1。根据1.2.3节前处理方法提取净化后测定，分别计算回收率和相对标准偏差（relative standard deviation, RSD）。
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将HFPO-TA、HFPO-DA和PFOA通过喂食的方式暴露于小鼠，得到富集了目标分析物的小鼠器官样品，进一步验证所建立分析方法的准确性。过程如下：商品化鼠粮冷冻干燥粉碎后，称取50 g，将一定浓度的HFPO-TA、HFPO-DA和PFOA的混合标准工作溶液添加到2 g石英砂中，待溶剂完全挥发后与鼠粮混合，搅拌均匀，加入适量Milli-Q水揉成面团状，人工重新造粒，冷冻干燥后每粒鼠粮的干重为4 g，其中每种目标分析物的浓度为1 mg kg−1。
实验小鼠自由采食饮水驯养一周，饥饿处理12 h后，随机转移至PP塑料笼中。暴露组设置4个重复，每天每只小鼠给予1粒鼠粮，自由饮水；空白组给与商品化鼠粮和自由饮水，连续饲养3 d后收集剩余鼠粮，再次饥饿处理12 h后断颈法处死小鼠，收集目标器官（大脑、肺、心脏、肾脏、肝脏）。
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本研究中相关数据均采用Simplicity 3Q色谱工作站采集，OriginPro 2021 (Learning Edition)进行数据处理分析。
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国标[30-31]和一些研究[15-17, 32-34]中以较低硅羟基活性填料的C18做固定相，乙腈-乙酸铵水溶液或者甲醇-乙酸铵水溶液做流动相梯度洗脱可实现全氟化合物的基线分离。本研究探讨了甲醇-乙酸铵水溶液系统中缓冲盐乙酸铵的浓度（0、1、2、5、10 mmol·L−1）对目标化合物的仪器响应值和峰形的影响（图2）。
对比仪器响应值发现（图2 a），对于HFPO-DA和PFOA而言，两者的峰面积随流动相中缓冲盐浓度的增加而逐渐下降，在从0 mmol·L−1到1 mmol·L−1增加过程中，峰面积下降明显，即乙酸铵对目标化合物的响应具有抑制效应[35]；对于HFPO-TA，峰面积随流动相中缓冲盐浓度的增加呈现出先上升后下降的变化趋势，且在1 mmol·L−1时达到最大响应。以甲醇-水系统做流动相时，HFPO-TA色谱峰分叉（图2 b），添加乙酸铵缓冲盐后，峰形得到明显改善（图2 c）。综合考虑峰面积和色谱峰形的基础上，本研究选择甲醇-乙酸铵（1 mmol·L−1）水溶液作为流动相。
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因目标分析物为羧酸及其衍生盐，电喷雾离子源正源模式（electrospray ionization source，ESI）难以将其质子化，因此本研究以ESI−模式扫描定性和定量离子对。借助针泵以30 μL·min−1的流速泵入1000 μg·L−1的标准工作溶液进行m/z 200—1000 ESI一级质谱扫描，结果发现PFOA和HFPO-TA电离后失去羧基上的氢原子，主要以[M-H]−分子离子的相对丰度较高，HFPO-DA生成[M-44-H]−分子离子，推断原因为发生中性丢失CO2[22, 26]。确定分子离子后，进行二级质谱扫描，选取相对丰度较强的碎片离子作为定量离子，次强的作为定性离子。最后，以MRM模式采集数据，进一步优化锥孔电压、碰撞能量等参数，具体参数见表1。
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固相萃取（solid-phase extraction，SPE）技术在食品、环境和生物样品分析中得到广泛应用，选择合适的固定相与流动相可以去除提取液中的绝大数干扰物质并洗脱回收目标分析物，获得较好的回收率并且尽最大可能保护分析仪器，但是SPE法存在操作复杂、耗时长、有机溶剂用量大和成本高等问题。因此d-SPE是一种潜在的替代方法。通过在提取上清液中添加一定质量的吸附材料，能够极大的改善SPE法的缺陷。目前常用的吸附材料有PSA、C18、GCB、碳十八键合锆胶等。PSA可以吸附提取液中碳水化合物、有机酸和少量色素等极性杂质，是一种弱阴离子交换剂[36]，C18可降低提取液中脂肪等非极性物质的含量[37]，GCB对提取液中色素和甾醇类物质具有较好的去除效果[21]。在已有的文献报道中分别选用PSA、C18和GCB 3种吸附剂单一或不同配比开展动物源性食品中传统直链全氟化合物的净化[20, 22-26, 38]。
基于动物基质提取液外观色泽和潜在杂质，本研究选择100 mg PSA+80 mg C18+30 mg GCB组成的混合物作为吸附剂，结果显示净化效果较好，如图3所示上清液呈无色透明态，氮气浓缩至干后无油脂等析出，且目标分析物的回收率满足试验要求。因此，本研究选用该组合作为吸附剂用于样品的净化。
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该方法的线性相关性、LODs、LOQs和基质效应结果如表2所示。3种目标分析物在5—500 μg·L−1的线性范围内，质量浓度与对应定量离子峰面积呈现出较好的线性关系，相关性系数均大于0.99。PFOA和HFPO-DA在所选取的5种器官中|ME|为28.9%—80.7%，表现为强基质效应。HFPO-TA在不同器官中基质效应具有较大差异，大脑、肾脏和心脏样品的|ME| < 20%，基质效应可忽略不计；在肺和肝脏样品中表现出中等至较强的基质效应。因此在后续试验中可采用基质匹配标准溶液外标法或者同位素标记内标法定量，进而排除基质效应。3种目标分析物在不同基质中的LODs为0.016—0.077 μg·kg−1与之对应的LOQs为5.35×10−4—2.55×10−3 ng。
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通过加标回收率试验验证该方法的准确度和精密度。3种目标分析物在5、10、100 μg·kg−1的3个添加水平下的平均回收率为64.8%—120%，与之对应的RSD分别为：4.1%—20%、0.75%—22.4%、0.6%—14.6%（表3）。该方法的回收率、精密度和灵敏度均能满足GB/T 27417—2017[39]中化学分析方法的要求。
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经口暴露全氟化合物的小鼠器官样品冷冻干燥粉碎后，经所建立方法检测，各器官中目标全氟化合物浓度结果如图4所示。 3种目标物在不同器官中富集趋势有较大差异，在5种器官中总累积浓度依次为：肝脏（(3970.6 ± 645.3) μg·kg−1）>肾脏（(2619.2 ± 787.5) μg·kg−1）>肺（(2027.1 ± 138.2 )μg·kg−1）>心脏（(1070.1 ± 55.6 )μg·kg−1）>大脑（(383.7 ± 30.1) μg·kg−1）。3种目标物的生物富集趋势也有明显差异，在各个器官中HFPO-DA的累积浓度显著（P<0.05）低于PFOA和HFPO-TA。例如肝脏中HFPO-TA和PFOA的累积浓度分别为（1726.7 ± 205.7 )μg·kg−1和(1676.1 ± 338.2) μg·kg−1，而HFPO-DA的浓度为 (566.9 ± 101.4) μg·kg−1。据报道在10 μg·mL−1的暴露条件下，人胚胎滋养层细胞模型中，PFOA的细胞内积累浓度是HFPO-DA的5.8倍[40]。此外在小鼠肝脏中HFPO-TA的累积浓度也略高于PFOA，为其浓度的1.1倍。有研究表明，HFPO-TA与人肝脏脂肪酸结合蛋白的结合潜力大于PFOA和HFPO-DA[41]。因此在肝脏中HFPO-TA相比较于PFOA和HFPO-DA具有较强的生物富集潜力。
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本研究通过优化样品前处理方法和仪器分析条件，建立了QuEChERs-UPLC-MS/MS同时测定小鼠器官中新型全氟化合物的方法。该方法操作简单，环境友好，经济适用性高，线性相关性大于0.99，在不同小鼠器官基质中检出限为0.016—0.077 μg·kg−1和定量限为5.35×10−4—2.55×10−3 ng。将建立方法应用于污染暴露的小鼠样品，3种目标分析物在5种器官中具有检出，HFPO-TA在肝脏中的累积浓度与PFOA接近，是HFPO-DA累积浓度的3.4倍。本研究为监测生物体内新型全氟化合物建立了有效的检测方法，有助于新型全氟化合物环境归趋和生物有效性研究。
小鼠器官中新型全氟化合物QuEChERs分析方法的建立与应用
Analysis of emerging per- and polyfluoroalkyl substances in mouse organs by QuEChERs
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摘要: 六氟环氧丙烷二聚体铵盐（HFPO-DA，商品名Gen X）和六氟环氧丙烷三聚体羧酸（HFPO-TA）是目前最主要的全氟辛酸（PFOA）替代物。建立了以QuEChERs为核心的小鼠器官中HFPO-DA、HFPO-TA和PFOA的检测方法。小鼠器官样品经冻干粉碎后使用0.2%盐酸-乙腈溶液提取，混合N-丙基乙二胺、十八烷基键合硅胶和石墨化炭黑吸附剂做分散固相萃取净化，采用超高效液相色谱串联三重四极杆质谱检测。样品经C18色谱柱分离，1 mmol·L−1乙酸铵水-甲醇溶液做流动相。结果表明，HFPO-DA、HFPO-TA和PFOA在5—500 μg·L−1的浓度范围内线性关系良好，相关系数均大于0.99。在5、10、100 μg·kg−1 的3个添加水平下的平均回收率为64.8%—120%，相对标准偏差为0.6%—22.4%。不同小鼠器官中的最小检出量为0.016—0.077 μg·kg−1，最低定量限为5.35×10−4—2.55×10−3 ng。通过经口饲喂的方式将3种目标分析物暴露小鼠，应用已建立方法测定3种目标分析物在小鼠器官中的累积程度。检测发现，3种目标分析物总累积浓度次序为肝脏>肾脏>肺>心脏>大脑。各器官中HFPO-DA的累积浓度均显著（P<0.05）低于HFPO-TA和PFOA，说明相比较于HFPO-DA，PFOA和HFPO-TA有更强的生物富集潜力.Abstract: Ammonium hexafluoropropylene oxide dimer acid (HFPO-DA) and hexafluoropropylene oxide trimer acid (HFPO-TA) are the main alternatives for perfluorooctanic acid (PFOA). A QuEChERs-based novel method was established to simultaneously determine HFPO-DA, HFPO-TA, and PFOA in mouse organs. The mouse organs were extracted with a mixture of 0.2% HCl-acetonitrile, purified by dispersive solid-phase extraction with sorbents of N-propylethylenediamine, octadecyl bonded silica gel, and graphitized carbon black, and detected on ultra-performance liquid chromatography-tandem triple quadrupole mass spectrometry. The mixture of ammonium acetate aqueous solution (1 mmol·L−1) and methanol was used as the mobile phase, and the target analytes were separated with a C18 column. A calibration was performed for each analyte using the external matrix matched standards to eliminate the matrix effect. The matrix-matched calibration curves from 5 μg·L−1 to 500 μg·L−1 showed excellent linearity for all the analytes with R2 ≥ 0.99. The mean recoveries from mouse organs were 64.8%—120% with relative standard deviations of 0.6%—22.4%. The limit of detection and limit of quantitation for all the analytes were 0.016—0.077 μg·kg−1 and 5.35×10−4—2.55×10−3 ng. Mice were exposed to the target analytes by oral feeding. The accumulation of the 3 target analytes, measured by QuEChERs, was in the order of HFPO-TA > PFOA > HFPO-DA. The concentrations of HFPO-DA were significantly (P<0.01) lower than HFPO-TA and PFOA, indicating that HFPO-TA and PFOA have stronger bioaccumulation potential when compared with HFPO-DA.
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图 2 乙酸铵缓冲盐浓度对目标分析物仪器响应的影响（a），流动相中不添加乙酸铵缓冲盐（b），和添加乙酸铵缓冲盐（c）对HFPO-TA峰形的影响
Figure 2. The effect of ammonium acetate concentrations on the response of target analytes (a)；the effect of non-ammonium acetate (b), and ammonium acetate (c) on the peak shape of HFPO-TA
表 1 多重反应监测条件
Table 1. Multiple response monitoring conditions
化合物
Compound分子量
Molecular weight母离子
Parent ion（m/z）子离子
Product ion（m/z）碰撞能量/eV
Collision energy锥孔电压/V
Con voltagePFOA 414.07 412.7 369*，169 13，26 −11，−11 HFPO-DA 347 285 185.1，169* 28，10 −3，−5 HFPO-TA 496.07 495 185*，119 15，76 −29，−34 注：*为定量离子（Quantification ion）. 
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表 2 目标分析物的线性关系、基质效应和灵敏度
Table 2. The linearity, matrix effect, LOD, and LOQ in different matrices of target analytes
化合物
Compound基质
Matrix线性范围/(μg·L−1)
Linear range线性回归方程
Linear regression equation相关系数
R2基质效应
Matrix effect检出限/（μg·kg−1）
LOD定量限/ng
LOQHFPO-TA 溶剂 5—500 y = 1127167.9x−9339.7 0.9985 肺 y = 1513689.3x+64976.9 0.9994 34.3 0.033 1.11×10−3 肝脏 y = 1948167.8x + 4061.1 0.9939 72.8 0.032 1.06 ×10−3 大脑 y = 1141739.2x - 1827.9 0.9983 1.29 0.059 1.95 × 10−3 肾脏 y = 936791.55x - 12930.8 0.9924 −16.9 0.067 2.23 × 10−3 心脏 y = 1176418.9x + 11229.8 0.9981 4.40 0.077 2.55 × 10−3 HFPO-DA 溶剂 5—500 y = 73531199.76x−412121.8 0.9997 肺 y = 14208329.7x+203490.4 0.9959 −80.7 0.070 2.33 × 10−3 肝脏 y = 14903379.9x+103425.3 0.9987 −79.7 0.072 2.41 × 10−3 大脑 y = 26824971.1x - 267020.2 0.9904 −63.5 0.032 1.05 × 10−3 肾脏 y = 18930496.41x + 86476.4 0.9996 −74.3 0.035 1.18 × 10−3 心脏 y = 31251384.1x - 62905.3 0.9997 −57.5 0.037 1.25 × 10−3 PFOA 溶剂 5—500 y = 38001300.6x - 1277.5 0.9998 肺 y = 15354735.3x+131561.6 0.9987 −59.6 0.026 8.79 × 10−4 肝脏 y = 15871133.5x + 148426.0 0.9989 −58.2 0.016 5.35 × 10−4 大脑 y = 20042969.4x + 186424.7 0.9946 −47.3 0.023 7.51 × 10−4 肾脏 y = 21453758.7x + 198,880.2 0.9993 −43.5 0.016 5.49 × 10−4 心脏 y = 27017643.3x - 8176.8 0.9980 −28.9 0.020 6.81 × 10−4
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表 3 3种目标分析物在小鼠器官中的回收率和相对标准偏差
Table 3. The mean recovery and RSD of 3 target analytes in different matrices
基质
Matrix添加浓度/
(μg·kg−1)
Add ConcentrationHFPO-TA HFPO-DA PFOA R1 R2 R3 均值% RSD/% R1 R2 R3 均值/% RSD/% R1 R2 R3 均值/% RSD/% 肝脏 5 72.3 73.4 66.8 70.8 5 108.8 95.8 89.5 98 10 98.4 125.6 85.1 103 20 10 84.1 70.3 80.4 78.3 9.1 83 82.1 83.3 82.8 0.75 64.7 63.1 66.5 64.8 2.6 100 87.4 85.4 84.2 85.7 1.9 96.1 72.3 80.5 82.9 14.6 86.2 78 78.6 80.9 5.6 肺 5 112.7 87.9 101.3 100.6 12.3 101.6 84.9 77.8 88.1 13.9 73.5 73.7 83.4 76.9 7.3 10 105 108.9 100.8 104.9 3.86 86 109.1 77 90.7 18.3 84.4 82.4 80.9 82.6 2.1 100 108.7 94.6 91.8 98.4 9.2 95 85.2 83.5 87.9 7.1 98.3 92 80.9 90.4 9.7 脑 5 88.9 80.4 79 82.8 6.5 79.1 76.6 71.3 75.7 5.3 99 84 88 90.3 8.6 10 104.2 75.7 95.9 91.9 15.9 86.2 93.4 86.9 88.8 4.5 87.1 83.8 84.2 85 2.1 100 120.0 120.0 119.4 120.0 0.7 93.2 84.7 85.7 87.9 5.3 100.4 80.6 100.8 93.9 12.3 肾 5 94.3 111.4 82.8 96.2 14.9 105.4 75 78.5 86.3 19.3 103.2 95.4 98 98.9 4.1 10 83.2 84.1 120.9 96.1 22.4 116.2 80.2 81.6 92.7 22 91.3 81.5 85.9 86.2 5.7 100 97.2 104.5 92.2 97.9 6.3 102.2 81.8 88.8 90.9 11.3 92.9 79.9 84.8 85.9 7.6 心脏 5 107.5 91.4 87.7 95.5 11 75.7 80 94.5 83.4 11.8 89.4 88.5 105.3 94.4 10 10 121.6 89.6 85.2 99.8 20 112.6 106 103.2 107.3 4.5 89.3 80.8 80.5 83.5 5.9 100 103.6 79.9 97 93.5 13 90.6 95.8 90.8 92.4 3.2 81.5 82.4 81.5 81.8 0.6
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