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汞（Hg）是一种能随大气进行长距离传输的全球性环境污染物[1 − 2]. 自然环境中的汞可分为无机汞（汞单质、一价汞和二价汞等）和有机汞（甲基汞、乙基汞和苯基汞等）. 其中，甲基汞（MeHg）由于强的神经毒性和生物富集性而引起人们的广泛关注[3]. 无机汞的甲基化是汞生物地球化学循环中的重要环节，同时威胁着人类的健康.
一般认为，厌氧微生物作用是驱动无机汞转化为甲基汞最主要的方式[4 − 7]. HgcAB基因调控微生物的汞甲基化过程，是汞甲基化微生物的标志性基因[8]. 根据hgcAB基因在微生物中的分布，将汞甲基化微生物分为5个进化枝，包括δ-变形菌门的3类（硫酸盐还原菌、铁还原菌、互营杆菌）、厚壁菌门和部分古菌（产甲烷菌）[2,9]. 过去很长一段时间，关于微生物汞甲基化的研究大多以硫酸盐还原菌和铁还原菌展开. 近年来的研究表明，产甲烷菌在汞甲基化过程中具有重要地位：（1）在沉积物、水体和土壤等环境中，产甲烷菌与汞甲基化过程密切相关[10 − 12]. 部分区域中，汞甲基化关键基因（hgcAB基因）在产甲烷菌中的基因丰度显著高于其他汞甲基化微生物[13 − 15]；（2）在实验室纯培养体系中，多株产甲烷菌具有与硫酸盐还原菌、铁还原菌相当甚至更高的汞甲基化效率[9, 16 − 17]；（3）进化分析显示，hgcAB基因和汞甲基化途径的钴铁硫蛋白起源于产甲烷菌，产甲烷菌可能是最早进行汞甲基化的微生物[18].
目前，尽管部分关于微生物汞甲基化的综述中对产甲烷菌汞甲基化的研究进展进行简单归纳[6 − 7, 19 − 20]，但缺乏对产甲烷菌汞甲基化作用的系统总结. 同时，关于微生物汞甲基化途径的研究主要集中在硫酸盐还原菌和铁还原菌，缺乏对产甲烷菌汞甲基化途径的探讨. 本文在前人研究的基础上，系统总结了产甲烷菌在原位环境、纯培养和共培养体系中对汞甲基化的作用. 从生物代谢的角度，对产甲烷菌汞甲基化的途径进行探讨，提出产甲烷途径是产甲烷菌汞甲基化可能的途径之一，以期为微生物汞甲基化的研究提供新的方向和思路.
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近年来，产甲烷菌对汞甲基化的显著贡献引起了人们的广泛关注. 随着hgcAB基因的发现和基因组学、蛋白质组学等方法的发展[20 − 21]，产甲烷菌的汞甲基化作用在沉积物、水体和土壤等多种环境中被发现（表1），在部分地区的河口沉积物和湖泊周丛生物中，产甲烷菌主导甲基汞的生成.
厌氧沉积物普遍被认为是硫酸盐还原菌和铁还原菌汞甲基化的主要场所[36 − 38]，而最近研究表明，产甲烷菌在多个河流、湖泊和海洋沉积物的汞甲基化过程中扮演重要角色[10, 13, 22]. 由黏土、金属碳酸盐等矿物组成的厌氧沉积物为细菌、古菌和藻类等提供了良好的微环境和栖息地，有利于甲基汞的生成. 通过16S rRNA基因测序和实时荧光定量PCR等方法，检测到厌氧沉积物中的产甲烷菌主要属于甲烷微菌纲（Methanomicrobia）. 在高硫酸盐含量的圣哈辛托河（San Jacinto River）的河口沉积物中，产甲烷菌抑制剂2-溴乙烷磺酸钠（BES）几乎完全抑制了甲基汞的生成，相较于不加BES，甲基汞浓度减少了12倍[10]. 同时检测到产甲烷菌甲烷生成和汞甲基化的关键基因——mcrA和hgcA，其中的产甲烷菌主要属于甲烷八叠球菌科（Methanosarcinaceae）[10]. 在对橡树岭东部河流沉积物的分析中，产甲烷菌的丰度是其他汞甲基化微生物的2—5倍，甲烷鬃菌科（Methanosaetaceae）、甲烷八叠球菌科（Methanosarcinaceae）和甲烷球菌科（Methanococcaceae）是该河流沉积物中主要的产甲烷菌[13]. 在圣莫里斯河（Saint Maurice River）和瑞典北部的湖泊沉积物中，产甲烷菌中的甲烷绳菌属（Methanolinea）、甲烷螺菌属（Methanospirillum）、马赛球菌属（Methanomassiliicoccus）和Methanoregula对汞甲基化具有一定的贡献[23 − 24]. 另外，在多个海洋沉积物中检测到马赛球菌属（Methanomassiliicoccus）、甲烷螺菌属（Methanospirillum）、甲烷叶菌属（Methanolobus）和甲烷泡菌属（Methanofollis）等的hgcA基因[18].
相较于沉积物，河流、湖泊和海洋等水体中的甲基汞更容易被初级消费者吸收利用，并通过食物链不断富集、放大. 研究表明，产甲烷菌在水生周丛植物生物膜中主导甲基汞的生成[11]，同时参与富营养水体[14]和海水[25 − 26]中的汞甲基化过程. 在圣劳伦斯河（Saint. Lawrence River）的水生周丛植物生物膜中，通过同位素标记、生物抑制剂和16S rRNA基因测序相结合的方法，发现产甲烷菌是汞甲基化过程中的主要贡献者[11]. 在添加产甲烷菌抑制剂BES的情况下，甲基汞的生成完全被抑制；而在添加硫酸盐还原抑制剂（钼酸盐）时，汞甲基化效率不仅没有降低，反而提升了45倍，产甲烷菌在整个微生物群落的占比从21.2%增加到33.3%. 其中的产甲烷菌包括甲烷杆菌目（Methanobacteriales）、甲烷球菌目（Methanococcales）和甲烷八叠球菌目（Methanosarcinales）[11]. 在对富营养化水体的研究中，产甲烷菌的hgcA基因丰度高于硫酸盐还原菌，藻类有机质的输入显著促进产甲烷菌的活性和hgcA基因丰度，产甲烷菌可能是导致富营养水体甲基汞增加的主要原因[14]. 在太平洋和南极地区的海水中，马赛球菌属（Methanomassiliicoccus）和甲烷微菌纲（Methanomicrobia）的产甲烷菌分别参与到微生物汞甲基化过程中[25 − 26].
土壤是大气汞沉降和微生物活动的主要场所. 在稻田土壤[12, 15, 27 − 28, 39]、泥炭地[29]、湿地土壤[30, 31]和永久冻土[18, 32 − 35]等环境中，产甲烷菌对甲基汞的生成有一定的贡献，部分区域中，产甲烷菌的hgcAB基因丰度显著高于其他汞甲基化微生物. 稻田土壤作为典型的季节性水驱湿地生态系统，在淹水状态下，好氧微生物消耗土壤中的氧气，为无机汞甲基化提供了良好的厌氧条件[40 − 41]. 金属矿区附近的稻田土壤作为受汞污染的典型土壤被广泛研究. 在我国万山矿区和凤凰矿区附近的稻田土壤中，产甲烷菌的hgcAB基因丰度（57%）显著高于硫酸盐还原菌（<3%）和铁还原菌（34%）[15]. 在铜仁矿区附近的稻田土壤中，产甲烷菌的丰度与总汞、甲基汞的浓度呈正相关[12]. 稻田土壤中的产甲烷菌主要属于甲烷微菌纲（Methanomicrobia）、甲烷球菌纲（Methanococci）、甲烷杆菌纲（Methanobacteria）和热源体纲（Thermoplasmata）[12, 15, 27]. 湿地作为土壤和地表水的混合区域，为汞甲基化微生物提供了厌氧的环境大量可分解的有机质. 在对瑞典北部典型泥炭地和湿地的研究中，产甲烷菌的mcrA和hgcA基因与甲基汞的生成量成显著正相关，其中的产甲烷菌包括甲烷八叠球菌科（Methanosarcinales）、甲烷杆菌科（Methanobacteriaceae）、马赛球菌科（Methanomassiliicoccaceae）和Methanoregulaceae[29, 31]. 另外，在青藏高原、博南扎河和阿拉斯加州等地区的永久冻土中，甲基汞的生成和产甲烷菌的hgcAB基因丰度、甲烷的生成有关[18, 32 − 35].
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产甲烷菌属于严格厌氧菌，生长缓慢，对氧极其敏感，通常认为产甲烷菌在氧化还原电位低于-350 mV时才能正常生长[42 − 43]. 同时，产甲烷菌只能利用甲酸钠、乙酸钠、H2、CO2、甲醇、甲胺和甲硫醇等简单的物质进行能量代谢. 这些条件极大的限制了产甲烷菌纯培养条件下的汞甲基化研究.
最早关于产甲烷菌纯培养体系下的汞甲基化研究可以追溯到20世纪60年代，产甲烷菌Methanobacterium bryantii在H2和CO2的混合气中培养，其细胞提取物能够快速地将Hg2+转化为甲基汞[44 − 45]. 有趣的是，后来的研究并没有在M. bryantii中检测到微生物汞甲基化的关键基因—hgcAB基因. 目前，通过基因测序和序列对比等方法，共在18株产甲烷菌中发现hgcAB基因的同源序列，其中8株菌被证明能将无机汞转化为甲基汞[7, 16, 18]，它们的分类、培养条件和甲基化效率如表2所示. 除Methanomassiliicoccus luminyensis B10属于热源体纲（Thermoplasmata）的马赛球菌目（Methanomassiliicoccales）外，其余7株汞甲基化产甲烷菌均属于甲烷微菌纲（Methanomicrobia），它们分布在甲烷微菌目（4株）、甲烷八叠球菌目（2株）和甲烷胞菌目（1株）. 马赛球菌目的Methanomassiliicoccus luminyensis B10和甲烷八叠球菌目的Methanolobus tindarius、Methanomethylovorans hollandica为甲基营养型产甲烷菌[46 − 48]，利用甲醇、甲胺、甲硫醇和甲硫醚等物质进行代谢. 其余属于甲烷微菌目和甲烷胞菌目的5株菌为氢营养型产甲烷菌，以CO2、H2或甲酸进行能量代谢[49]. 8株被证实的汞甲基化产甲烷菌中，有4株菌的汞甲基化效率大于10%[9, 16]. 甲烷微菌目的Methanospirillum hungatei JF-1是第一个在纯培养条件下被证实的汞甲基化产甲烷菌[17]，同时也是甲烷螺菌科（Methanospirillaceae）中最早分离和测定出完整基因组的产甲烷菌[50]，最高能将64.2%的Hg2+转化为甲基汞[16].
产甲烷菌对氧化还原电位要求极高，还原剂是降低培养体系氧化还原电位的方法之一. 硫化物、次氮基三乙酸钛（Ti-NTA）和半胱氨酸作为汞甲基化微生物培养过程中3种常见的还原剂，对汞甲基化过程有重要影响. 硫化物对汞甲基化的影响呈现低浓度促进，高浓度抑制的效果. 低浓度的硫化物有利于中性硫化汞配合物（HgS0（aq））的形成，HgS0（aq）在被动运输的跨膜传递过程中更容易被吸收，一定程度上促进了微生物汞甲基化[51]. 而在高浓度的硫化物中，S2-与Hg2+更容易生成不溶性的HgS沉淀（HgS（s）），降低了Hg2+的生物可利用性，从而抑制了微生物汞甲基化过程[52 − 54]. 相比于Na2S，次氮基三乙酸钛（Ti-NTA）更适合产甲烷菌的培养，Methanospirillum hungatei JF-1在Ti-NTA中的甲基化效率是Na2S的15倍[17]. 半胱氨酸不仅为产甲烷菌的生长提供还原性的硫源，促进微生物的生长，而且能与Hg2+形成配合物，提高微生物汞甲基化效率[16].
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在厌氧环境中，电子受体更容易耗尽. 普遍认为，厌氧环境中的汞甲基化过程由多种微生物相互作用、共同驱动[29]. 相较于单一纯菌的培养，多菌的共培养体系能更好地模拟实际环境中的汞甲基化过程，进一步探究微生物相互作用对汞甲基化的影响.
在硫酸盐和铁离子含量较低的厌氧环境中，产甲烷菌与其他微生物之间的相互作用可能是甲基汞的主要来源. 研究表明，在没有硫酸盐存在的共培养体系中，汞甲基化产甲烷菌Methanospirillum hungatei JF-1能够显著促进硫酸盐还原菌Desulfovibrio africanus和Desulfovibrio desulfuricans ND132的汞甲基化，相较于单一纯菌培养体系，汞甲基化效率提高了2—9倍[59]. Methanospirillum hungatei JF-1在与互营菌Syntrophobacter wolinii共培养的过程中，汞甲基化效率提升了2倍[59]. 另外，非汞甲基化产甲烷菌Methanococcus maripaludis同样能够促进甲基汞的生成[18]. 在乳酸-碳酸盐培养体系中，单独培养M. maripaludis和D. desulfuricans LS均未观察到明显的汞甲基化现象. 而在共同培养体系中，2.6%的无机汞转化为甲基汞[60]. 这也表明非汞甲基化微生物同样在共生环境中发挥作用.
共培养体系中，产甲烷菌与其他微生物之间广泛的物质交换和能量传递可能是汞甲基化效率显著增强的原因[60]. 其中，硫酸盐还原菌、互营菌等δ变形菌能将丙酸、丁酸等中间体转化为乙酸、甲酸和H2. 而产甲烷菌能够利用乙酸、甲酸和H2进行代谢，同时伴随着能量的产生，该过程促进了微生物的生长和代谢[60 − 63].
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产甲烷菌在汞甲基化过程中发挥重要作用，目前关于产甲烷菌汞甲基化作用途径和机制的研究还很少. 系统发育表明产甲烷菌可能是最古老的汞甲基化微生物，产甲烷菌汞甲基化途径的研究对于理解微生物汞甲基化机制和减少环境中甲基汞的生成具有重要意义. 早期研究发现，产甲烷菌提取物中的甲基钴胺素能为汞甲基化提供甲基[45]，甲基钴胺素也成为微生物汞甲基化机制研究中的关键物质. 基于以往的研究和产甲烷菌的代谢特点，本文对产甲烷菌中可能的汞甲基化途径进行讨论.
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乙酰辅酶A途径是广泛存在于古菌和厌氧细菌中的古老代谢途径[64 − 65]，也是产甲烷菌一碳代谢的方式之一[66]. 产甲烷菌等微生物通过乙酰辅酶A途径将CO2转化为乙酸等较为复杂的有机化合物，该过程被认为是生命出现早期微生物合成所需物质的主要途径[67 − 69]. 如图1所示，CO2或甲酸与四氢叶酸（THF）结合，在一系列还原酶的催化作用下转化为甲基钴胺素，甲基钴胺素与CO在乙酰辅酶A合成酶（ACS）的作用下合成乙酰辅酶A[64].
乙酰辅酶A途径是研究较为广泛的微生物汞甲基化途径. 系统发育分析表明，产甲烷菌是最早出现乙酰辅酶A途径中钴铁硫蛋白的汞甲基化微生物，硫酸盐还原菌和铁还原菌中的钴铁硫蛋白可能来源于产甲烷菌[18]. 氢营养型产甲烷菌可能是最先利用乙酰辅酶A途径进行代谢的汞甲基化微生物[18, 68]. 但目前并没有直接验证产甲烷菌通过乙酰辅酶A途径进行汞甲基化的报道. 研究者通过14C同位素标记的方法，发现硫酸盐还原菌Desulfovibrio desulfuricans LS通过乙酰辅酶A途径进行汞甲基化[70]. 2013年，汞甲基化关键基因——hgcAB基因被发现，同时认为hgcA基因编码的类钴啉蛋白将甲基四氢叶酸上的甲基转移给汞[8]. 基于产甲烷菌提取物中甲基钴胺素在汞甲基化中的作用[45]以及hgcAB基因在多个产甲烷菌中的分布[18]，产甲烷菌很可能同样通过乙酰辅酶A途径进行汞甲基化. 乙酰辅酶A途径的甲酸、丝氨酸和丙酮酸是甲基汞生成的潜在甲基供体[70]，如图1所示，它们通过不同的途径将甲基转移给甲基四氢叶酸，并在hgcAB基因的参与下完成汞甲基化过程. 其中，甲酸通过叶酸分支转化为甲基四氢叶酸；丝氨酸的C-3在丝氨酸羟甲基转移酶（SHMT）的催化下转移给四氢叶酸，并在叶酸循环中转化为甲基四氢叶酸；丙酮酸既可以通过丝氨酸将甲基传递[70 − 71]，又可以在丙酮酸脱氢酶（PDH）的作用下将甲基转移给乙酰辅酶A，裂解生成甲基四氢叶酸. 未来，关于乙酰辅酶A途径在产甲烷菌汞甲基化中的作用和甲基转移过程还需要进一步的确认.
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甲硫氨酸循环与叶酸循环密切相关[72 − 74]，同样属于微生物的一碳代谢过程. 如图2所示，甲基四氢叶酸或甜菜碱为同型半胱氨酸提供甲基，生成甲硫氨酸[75 − 76]. 之后，甲硫氨酸在甲硫氨酸腺苷甲基转移酶（MAT）的催化下，生成S-腺苷甲硫氨酸（SAM）. SAM作为重要的甲基供体参与多种物质的甲基化过程[77 − 78]，脱去甲基的SAM转化为S-腺苷同型甲硫氨酸（SAH）. 最后，SAH在腺苷同型半胱氨酸酶（AHCY）的作用下生成同型半胱氨酸，完成甲硫氨酸循环过程.
早在1971年，甲硫氨酸循环就被提出是可能的汞甲基化途径. 研究发现，在真菌Neurospora crassa中，汞抗性与甲硫氨酸合成相关，并且同型半胱氨酸和甲硫氨酸的加入能够促进汞甲基化[79]. 一些缺乏乙酰辅酶A活性的非完全氧化硫酸盐还原菌同样能进行汞甲基化，其中，甲硫氨酸循环可能参与了汞甲基化过程[80 − 81]. 目前，还没有关于甲硫氨酸循环途径与产甲烷菌汞甲基化关系的研究. 基于前人的研究和甲硫氨酸代谢的特点，推测在一些没有完整乙酰辅酶A途径的产甲烷菌中，甲硫氨酸途径是可能的汞甲基化途径. 甲硫氨酸途径中存在3处可能的汞甲基化位点：（1）甲基四氢叶酸上的甲基在钴胺素的参与下转移给汞；（2）甜菜碱上的甲基在甲基转移酶的作用下转移给汞；（3）SAM上的甲基在钴胺素或其他亲核受体的参与下转移给汞[82]. 其中，位点（1）与乙酰辅酶A途径存在相似之处，均为甲基四氢叶酸上的甲基转移给Cob（Ⅰ）alamin，生成CH3-Cob（Ⅲ）alamin. 值得注意的是，Cob（Ⅰ）alamin会偶然生成Cob（Ⅱ）alamin，SAM能为Cob（Ⅱ）alamin提供甲基，在甲硫氨酸合成还原酶的作用下生成CH3-Cob（Ⅲ）alamin[83 − 84]. 位点（2）（3）中的甜菜碱和SAM提供带正电的甲基，从化学反应的角度来看，汞甲基化过程需要带负电的甲基[85 − 86]，因此，甜菜碱和SAM上的甲基可能需要亲核受体作为中间体将甲基进行转移[87].
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产甲烷途径是产甲烷菌特有的能量来源和一碳代谢途径[49]. 根据利用底物的不同，可将产甲烷途径分为3类（图3）：还原CO2途径、乙酸途径和甲基营养途径. 还原CO2途径是大多数产甲烷菌的代谢方式，该过程以H2或甲酸作为电子供体，CO2作为电子受体，CO2在甲烷呋喃、四氢甲烷蝶呤和辅酶M等一碳载体的传递下，逐步还原生成甲烷. 甲基营养途径以甲醇、甲胺（一甲胺、二甲胺、三甲胺、四甲胺）和甲基硫化物（甲硫醇、甲硫醚）等为底物，在不同的底物特异性甲基转移酶作用下，将甲基转移到辅酶M上，之后还原生成甲烷. 乙酸途径首先将乙酸转化为乙酰辅酶A，并在一氧化碳脱氢酶/乙酰辅酶A合成酶复合体（CODH/ACS）的催化作用下生成甲基四氢八叠蝶呤和CO2，之后将甲基转移给辅酶M并生成甲烷[49, 88].
研究发现，汞甲基化产甲烷菌Methanospirillum hungatei缺乏催化CO羰基化的酶[89]，Methanofollis liminatans、Methanocorpusculum bavaricum和Methanocella paludicola没有乙酰辅酶A途径的钴铁硫蛋白[18]，而它们在实验室纯培养中，均能将无机汞转化为甲基汞. 因此，乙酰辅酶A途径并非产甲烷菌汞甲基化的唯一途径. 产甲烷途径作为古老的一碳代谢途径，与乙酰辅酶A途径存在物质组成和进化上的相似性，是可能的汞甲基化途径. 首先，还原CO2途径与乙酰辅酶A途径的叶酸分支类似，乙酸途径中包含了乙酰辅酶A的分解过程. 其次，甲基四氢甲烷蝶呤和甲基四氢八叠蝶呤是甲基四氢叶酸的类似物[90]，三者与甲基结合的蝶呤环高度相似. 在进化上，产甲烷途径可能是从乙酰辅酶A途径进化而来[66]. 因此，甲基四氢甲烷蝶呤和甲基四氢八叠蝶呤可能与甲基四氢叶酸的作用相同，作为直接甲基供体参与汞甲基化过程.
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综上所述，产甲烷菌作为古老的汞甲基化微生物，不仅在原位环境中对甲基汞的生成至关重要，而且在实验室纯培养和共培养过程中具有较高的汞甲基化效率. 因此，产甲烷菌对于汞的生物地球化学循环和微生物汞甲基化机制的研究具有重要意义. 乙酰辅酶A途径、甲硫氨酸途径和产甲烷途径是3种可能的产甲烷菌汞甲基化途径，这3种途径均属于微生物的一碳代谢过程，表明微生物汞甲基化过程与微生物的一碳代谢极大可能存在功能上的关联性. 因此，甲基汞的生物合成可能更容易发生在一碳底物浓度较高和一碳代谢较旺盛的环境，这类环境应作为甲基汞污染防治重点关注的区域.
目前关于产甲烷菌汞甲基化的过程和机理认识还存在较大不足，仍有许多亟待解决的问题. （1）不同环境中产甲烷菌对甲基汞生成的贡献. 产甲烷菌参与多种环境的汞甲基化过程，但在每种环境中产甲烷菌对汞甲基化的具体贡献尚不清楚. （2）规范产甲烷菌汞甲基化研究的培养条件，建立产甲烷菌汞甲基化研究的模式菌. 建立稳定的产甲烷菌培养体系和产甲烷菌汞甲基化研究的模式菌对于未来的研究十分有必要. （3）探究产甲烷菌汞甲基化的分子机制. 一方面，在实验室纯培养和共培养体系中，利用同位素标记、代谢组学分析和特定代谢通路阻断等方法，研究产甲烷菌汞甲基化的生化分子代谢路径；另一方面，通过对实际环境中汞甲基化过程的研究，进一步阐明微生物汞甲基化的机制.
产甲烷菌中汞甲基化研究进展与展望
Research progress and prospect of mercury methylation in methanogens
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摘要: 微生物作用是无机汞转化为甲基汞最主要的方式. 其中，硫酸盐还原菌和铁还原菌被认为是主要的汞甲基化微生物，近年来的研究表明，产甲烷菌在汞甲基化过程中同样发挥重要作用. 产甲烷菌参与沉积物、水体和土壤等多种环境中的汞甲基化过程，并在部分环境中主导甲基汞的生成；在实验室纯培养体系中，多个产甲烷菌能将10%以上的无机汞转化为甲基汞. 产甲烷菌对于甲基汞的生成至关重要，然而目前缺乏对产甲烷菌汞甲基化作用的系统总结. 本文分别从原位环境、纯培养和共培养的角度，详细阐述了产甲烷菌在汞甲基化中的作用. 在此基础上，对产甲烷菌可能的汞甲基化途径进行探讨，提出汞甲基化过程与一碳代谢极大可能存在功能上的关联性，并展望了后续研究的方向和重点.Abstract: Microbial transformation is the most important way to convert inorganic mercury to methylmercury. Among them, sulfate-reducing bacteria and iron-reducing bacteria are considered to be the primary mercury methylation microorganisms. In recent years, several studies have shown that methanogens also play an important role in mercury methylation. Methanogens are involved in the process of mercury methylation in a variety of environmental medias, including anaerobic sediments, freshwater, and soils, leading to the formation of methylmercury. In addition, more than 10% of inorganic mercury was converted to methylmercury by several methanogens in pure culture systems. Methanogens are crucial to the production of methylmercury. However, there is a lack of systematic summary of mercury methylation in methanogens. In this paper, the role of methanogens in mercury methylation was summarized from the perspectives of in situ environment, laboratory pure culture, and co-culture systems. Based on this summary, the possible mercury methylation pathways of methanogens and future research directions were proposed and discussed. It was suggested that the mercury methylation process may be functionally related to one-carbon metabolism.
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Key words:
- methanogens /
- methylation /
- methylmercury /
- metabolic pathways.
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随着我国经济社会快速发展，居民对饮用水水质的要求不断提高[1]。然而，我国饮用水源仍存在一定程度的污染问题[2]，这给供水企业带来挑战[3]。以混凝、沉淀、过滤为基础的常规处理工艺难以有效应对水源恶化和水质标准提升的问题，许多水厂都面临提标改造等客观而迫切的需求[4]。膜技术以其分离精度高、产水水质稳定、设备集成度高、占地面积小等优点[5]，逐渐得到业内认可并在工程中得到推广应用[6]。浸没式膜过滤工艺中，膜组件为集成状态，且完全浸置膜池中。经絮凝、沉淀等预处理工艺流程的水在离心泵抽吸负压驱动下进行膜过滤。水中颗粒物、脱稳胶体、部分溶解性有机物等在纳米或微米尺度膜孔的物理筛分和截留过滤等作用下得以去除[7]。负压抽吸是浸没式膜过滤工艺的主要动力消耗[8]，若能有效降低运行能耗和制水成本，则可进一步推进膜技术在饮用水厂提标改造工程中的应用[9]。
对于传统混凝-沉淀-砂滤工艺[10]，用浸没式膜滤取代砂滤、砂滤池改为膜滤池[11]，可充分利用现有土建构筑物，且利用膜池(即原来的砂滤池)与清水池之间的高度差可为膜过滤提供驱动力，形成重力驱动浸没式超滤技术[12]，从而有效降低制水能耗、减少新增占地。相比于常规处理工艺及混凝-沉淀-泵驱动式超滤工艺[13]，重力驱动浸没式超滤技术具有水质好、操作简易、建设运行成本较低等优点。
本文针对浸没式超滤技术在工程应用中的瓶颈问题[14]，以唐山某自来水厂改扩建工程为案例。综合考虑膜池高度、液位高差等因素，开展膜组件结构、膜池产水管路、产水主管路、真空虹吸管路等系统优化设计[15]，实现重力式、无动力超滤技术的工程改造，为重力驱动浸没式超滤技术在工程中应用提供设计经验和工程案例参考。
1. 工程概况
1)水厂概况。该水厂分为一期和二期工程。一期工程建于1987年，二期建于1996年。一、二期设计规模均为10×104 m3∙d−1。目前，实际生产情况为一期3~4×104 m3∙d−1，二期6~7×104 m3∙d−1，与设计规模相差很多。水源地为陡河水库，水库容量5×109 m3。采用常规处理工艺：加药絮凝→斜管沉淀→砂滤→出水。水厂产水不直接输送到管网，而送到龙王庙、西郊、开平水厂再集中加氯消毒。
2)运行问题。由于该水厂一期工程已经运行三十多年，产水量已无法满足当初设计的10×104 m3∙d−1；另外，由于水源为水库水，受夏天降雨较多的影响，水库水中含有大量泥沙，会对水厂现有工艺造成有阶段性的冲击，出水水质难于达标；冬季北方气温较低，来水温度可低至2 ℃左右，并且冬季来水浊度比较低；加上传统工艺中的絮凝、砂滤工序对低温低浊度的来水处理效果较差，冬季的出水水质反而会受影响。因此，目前工程一期设施已经长时间放弃不用。然而，水厂担负着为周边居民供水的责任，仅凭二期设施的处理能力已无法满足用户需求，所以改造一期项目迫在眉睫。本着节省成本，提供更好的饮用水产水品质，也为以后提高供水量做准备，计划将水厂一期的砂滤池进行改造，使一期10×104 m3∙d−1的处理量提升至12.5×104 m3∙d−1。由于水厂不能再增加土地面积，所以不适宜再用砂滤工艺，故占地面积小、出水水质更好的超滤膜工艺是最好的选择。改造后，不仅处理量增大，水质提升也非常明显。超滤膜的出水浊度在0.2 NTU以下，远远优于砂滤出水的1 NTU以内，且超滤膜出水的稳定性更优于砂滤。
3)改造概况。基于以上考虑，水厂一期改扩建工程项目最终采用重力驱动浸没式超滤工艺，设计处理规模12.5×104 m3∙d−1。结合原有虹吸滤池的特点，并结合浸没式超滤膜系统配置的要求，对砂滤进行改造。改造过程中，尽可能利用原有土建构造和构筑物，减少开孔和土建上的调整，尽可能地降低施工难度，不对原有虹吸滤池的结构进行改造，以保证池体结构上的安全。浸没式超滤系统设计集成程度较高，膜布置紧凑，在改造过程中，可减少无效占用的容积，较大程度提高改造后系统的回收率。该工艺进水水质主要指标有：COD≤400 mg∙L−1，BOD5≤180 mg∙L−1，SS≤250 mg∙L−1，TN≤45 mg∙L−1，NH3-N≤35 mg∙L−1，TP≤5 mg∙L−1。
2. 重力驱动浸没式超滤改造工艺流程
2.1 工艺改造的总体思路
图1为重力驱动浸没式超滤膜过滤技术工艺原理示意图。上一级混合反应沉淀池出水进入浸没式超滤膜池后，在膜池水体重力驱动力的作用下，原水经过膜表面过滤后进入产水水池，过滤过程中无需水泵提供驱动力。重力驱动膜组件的产水阀门选用开度阀门。运行时，通过控制产水阀门的开度大小调节随水头变化而波动的水量，让产水流量保持在一个相对平稳的状态。膜组件的设计运行通量不会直接设计到阀门开度最大状态的产水量，而会为膜污染导致的水头降低留出充分量。浸没式超滤膜过滤系统设有曝气清洗系统、反洗清洗系统、加药清洗系统、抽真空引水系统和系统自动控制系统。
图 1 重力驱动浸没式超滤膜过滤工艺原理示意图Figure 1. Schematic diagram of the gravity-driven submerged ultrafiltration membrane filtration process图2为重力驱动浸没式超滤膜过滤技术应用的效果图。虽然重力驱动浸没式超滤膜过滤系统技术具有优化系统能耗、节省系统占地等特点，但由于系统过滤过程依靠膜池水体重力作为驱动力，重力驱动浸没式超滤膜过滤技术在实际应用中也存在特定难点：膜池液位与浸没式超滤膜过滤系统产水口之间的高度差、产水管路的参数选择等。
图 2 重力驱动浸没式超滤膜过滤技术应用效果图Figure 2. Rendering of the gravity-driven submerged ultrafiltration membrane filtration technology2.2 重力驱动浸没式超滤改造工艺的单元设计
2.2.1 进水单元设计
原虹吸滤池采用配水渠进行配水，并通过虹吸进水管将进水引入滤池。该工程经浸没式超滤改造后，需要达到较短时间内满足膜池补水的要求(最佳不超过1 min)。这样可以减少非制水时间，对于提升系统收率有较大帮助。同时，改造后的配水渠应具有足够大的面积，以避免迅速补水对配水渠液位波动的干扰。因此，基于以上的要求，提出对进水膜池的改造方案。
1)去除原有的虹吸进水管道，在配水渠上开孔，使得配水渠直接与单池的进排水渠道联通，这样可增大改造后系统的配水渠道面积。
2)进水管路设计可以采取2种方案：第一种方案，对于原滤池进水/排水孔进行部分封堵后，设置气动柱塞阀门，作为改造后膜池的进水阀门；第二种方案是在配水渠底部开孔设置管道，与新增池体排放管道相连接，同时设置气动蝶阀，作为膜池的进水阀门。进水阀门通过新增PLC系统进行控制，根据系统工艺流程设定，自动开启与关闭。
3)在配水渠中设置液位计。
4)保留原滤池的配水渠排空阀门。
2.2.2 滤池(膜池)中组件的改造
将滤池中的滤料清除后作为浸没式膜系统的膜池使用，根据膜组件的通量设计选择合适数量的膜组件进行布置。为保证池体构造安全，不对中间排水渠进行拆除。合理布置膜组件，尽可能减少无效容积的占用。
1)将滤池中的滤料清除，同时将底部的布水多孔砖去除。
2)拆除滤池反洗排水收集槽，并封堵收集槽在排水渠上的开孔。根据膜架的设计在排水渠上设置膜产水主管的穿墙套管。每列膜池的产水主管和气管在排水渠内进行布置。
3)在池壁上设置膜组件必需的埋件和导杆。
4)在池内增设液位计，每组膜池设置1台。
5)将池体未占用部分进行分隔，上部做走道和管廊(反洗水和空气管线、压缩空气、加药管线、清洗补水管道等)。
2.2.3 滤池(膜池)的排水系统改造
为了减少非制水的排放时间，需要在短时间内(最佳不超过1 min)将反洗废水部分或全部排出，所以应确保排放管道的通畅，且管径应满足迅速排水的要求。另外，由于原反洗进水渠为无效体积，而且此处无效体积偏大，所以必须考虑将此无效体积进行填充处理。整个滤池(膜池)的排水系统改造依托原有的反洗系统进行改造。
1)清除池底部的滤砖以后，采用水泥将反洗区与池体的缝隙进行填充封闭，在填充处每侧预留DN200的穿墙套管(每侧预留4~6个)。
2)在反洗水渠中安装1根DN500的管道做为排放水管，从这个DN500的主管上分别设置8~12根DN200的排放支管与池体联通，对称布置。
3)反洗主管出池体后，设置反洗排放气动蝶阀，然后将管路连接至原有的滤池反洗排水槽中。反洗废水回流至回水水泵。
2.2.4 产水系统的改造
滤池改造为膜池以后，膜池可以实现泵抽吸产水和静压产水两种产水模式。新增真空发生装置，用做产水管道排气所用。产水主管布置在反洗排水主渠中，以下为产水系统主要涉及的改造内容包。
1)在主排水渠中设置产水主管。产水主管从低位(只穿一道墙)出池体后分为两支：一支直接与原有清水渠相连；另一支进入抽吸产水泵(位置预留，接口保留)，经产水泵进入清水渠。
2)在产水管路上增设在线流量计。
3)在产水管路设置一个回池体的支管，并配气动蝶阀，做清洗回流用。
2.2.5 反洗系统的改造
该工程浸没式超滤采用气水反洗的方式。当超滤膜组件运行一段时间，膜组件表面堆积有大量的污染物，这时通过对膜丝底部添加曝气装置通入空气。在气泡上升过程中，膜丝抖动和膜丝之间摩擦的作用使堆积在膜丝表面的污染物脱落。同时，向超滤膜丝内部注入清水，使清水反向透过超滤膜，用清水通过超滤膜孔冲击堆积在膜丝表面的污染物，使污染物脱落。通过这两种方法，可最大程度地缓解系统膜污染。反冲洗的频率随着水质的不同需要而定，一般反冲洗时间为30~120 min。唐山项目现场的反洗周期为120 min。反洗时的空气是由鼓风机提供。
1)增设反洗系统所需反洗水泵和反洗鼓风机。
2)增设反洗主管和配套自动阀门。反洗主管与产水主管相连接。
3)设置反洗水流量计和反洗空气流量计，保证反洗水量和气量满足要求。
4)反洗过程中通过设定液位进行控制与切换。
2.2.6 膜系统其他配套设置
除以上各系统的改造以外，根据工程浸没式超滤系统的特点，还需要增设以下的配套系统和附件，以保证膜系统的正常稳定运行。
1)压缩空气系统。压缩空气系统主要为自动阀门(气动蝶阀)提供满足要求的仪表风，也可配合膜组件的检漏，通过保压实验来确定膜组件是否存在破损。相关配套附件包括压缩空气的储罐、过滤器、阀门、仪表等。
2)加药系统。膜系统需要配置加药系统，主要包括储药罐、加药泵和配套管路阀门等。该项目主要配套有次氯酸钠、柠檬酸和碱3种药剂加药系统，以用于膜组件的增强化学清洗(chemically enhanced backwash，CEB)和原位化学清洗(cleaning in place，CIP)。增强化学清洗即用少量药剂和少量时间对污染的超滤膜进行清洗，一般维护清洗周期是3~15 d(视水质而定)。唐山项目推荐每12 d进行一次增强化学清洗。化学清洗的周期相对比较长，一般6~12个月进行一次。唐山项目推荐每8个月进行一次化学清洗，清洗一次的时间为6~8 h。运行维护成本主要为药剂费，每吨水的成本不超过0.01元。
3)化学清洗系统。膜系统需要定期进行原位清洗。在冬季，为增强清洗效果，需要对清洗水进行加热，所以，还应设置独立的化学清洗系统(包含储水罐、输水泵、管路及阀门)。
4) PLC控制系统。原有系统的控制系统不能满足膜系统的控制要求，故需要新设置PLC控制系统和上位机系统，实现系统的自动控制及无人值守运行，用以监控系统运行状态，并对故障和问题进行自动诊断和报警提示。
3. 重力驱动浸没式超滤改造工艺的运行效果
3.1 工艺运行水质
超滤膜池进水为水厂斜板沉淀池出水。设备进水水质波动比较大，浊度最高达到6.8 NTU，大部分时候浊度都在4 NTU以下。去除极端情况下的水质，超滤膜池的进水和产水水质浊度如图3(a)所示。进水波动在1.5~4 NTU，但超滤膜产水浊度都稳定在0.1 NTU以内，出水水质要远远优于老工艺砂滤池出水(1 NTU以内)。图3(b)为超滤膜池出水的颗粒含量情况。由于进水颗粒数量超过了测量仪器的计数范围，未能对膜池进水颗粒进行有效测量。而从出水情况来看，每毫升产水颗粒计数在长时间内小于3个。此时的膜产水水质非常稳定，并未随着进水水质、温度、通量等条件变化而出现明显波动，体现了超滤系统良好的产水稳定性和系统抗冲击负荷能力。
图 3 唐山某自来水厂超滤出水水质主要指标Figure 3. Key indices of ultrafiltration effluent water quality of a tap-water treatment plant in Tangshan另外，对超滤膜进水和产水进行细菌检测及大肠杆菌的检测，超滤膜进水细菌总数在1 000 cfu·mL−1以上。而超滤膜产水的检测菌落总数为零，要远远优于砂滤池出水的处理效果，证明了超滤膜对细菌及大肠杆菌的高效截留能力。超滤系统产水的浊度和产水颗粒数等指标均优于国家出台的《生活饮用水卫生标准(GB5749-2006)》，说明改造工程大幅提升了水厂的产水品质。
3.2 工艺运行能耗分析
超滤膜系统运行过程中，主要能耗包括产水泵能耗、反洗泵能耗、清洗泵能耗、鼓风机能耗、阀门能耗。而重力驱动浸没式超滤膜与常规浸没式超滤膜工艺的主要区别在于产水方式的不同。重力驱动靠水头自身重力产生的压力实现超滤膜出水，常规的浸没式超滤膜靠产水泵的负压抽吸作用实现超滤膜出水。对比两个工艺的能耗，主要差别在于前者不使用产水泵，后者需要产水泵。而产水泵是整个系统使用最频繁、占用时间最长的主要耗电设备，减少或不使用产水泵会使系统能耗大幅度降低。因此，在确保其他条件相同的前提下，使用电表和水表分别计量常规浸没式超滤带产水泵抽吸产水和重力驱动浸没式无产水泵产水两台设备的用电量和产水量。对比3个月的连续运行数据发现，产水量相同(产出1.4×104 t水)的情况下，用产水泵的常规超滤膜系统耗电630 kW∙h，换算吨水能耗为0.045 kW∙h∙m−3；而重力驱动浸没式超滤膜系统的耗电259 kW∙h，换算为吨水能耗为0.0185 kW∙h∙m−3。对比两种工艺的吨水能耗发现，重力驱动浸没式超滤膜系统比常规泵驱动超滤膜系统节省50%以上的能耗。
在设计上，重力驱动浸没式超滤膜系统要比常规浸没式超滤膜系统节省一个产水泵，在工程造价上大幅降低了成本。另外，产水管路也比常规浸没式超滤膜简单，可节省设置管路与产水泵的空间，约为总占地面积的10%。
以浸没式超滤膜1×104 m3∙d−1的处理量为例，膜池占地面积为36 m2(6 m×6 m)，而相同处理规模的砂滤池占地80 m2(5 m×16 m)，故浸没式超滤膜比砂滤池节省了50%以上的占地面积。因此，唐山水厂选择重力驱动浸没式超滤膜工艺取代砂滤池工艺，符合厂区的实际情况，也是最优选择。
图 4 唐山某自来水厂超滤出水水质主要指标(能耗)对比Figure 4. Comparison of key indices (energy consumption) of ultrafiltration effluent water quality of a tap-water treatment plant in Tangshan4. 结论
1)在自来水提标改造工程中，选择混凝沉淀+重力驱动浸没式超滤膜过滤工艺，与传统的混凝沉淀+砂滤工艺处理方式相比产水品质得以大幅提高，出水水质高于国家饮用水标准。改造后，膜过滤系统的吨水能耗大幅降低。采用膜池单元改造设计和产水管道的位置设计等优化措施，还能实现土地的有效利用，降低占地面积。
2)通过对工程中相关配套设施的优化设计，特别是PLC自动控制系统的采用，有效降低了系统运维成本及人力成本。优化后的混凝沉淀+重力驱动浸没式超滤膜过滤工艺高效紧凑，可应用于自来水厂的提标改造。
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表 1 原位环境中与汞甲基化相关的产甲烷菌
Table 1. Mercury methylation-related methanogens in situ habitat
原位环境In situ habitat 位点Site 产甲烷菌Methanogen 文献Reference 沉积物 河口沉积物 圣哈辛托河（美国） 甲烷八叠球菌科Methanosarcinaceae [10] 河流沉积物 橡树岭东部（美国） 甲烷鬃毛菌科Methanosaetaceae甲烷八叠球菌科Methanosarcinaceae甲烷球菌科Methanococcaceae [13] 河流沉积物 圣劳伦斯河（加拿大） — [22] 河流沉积物 圣莫里斯河（加拿大） 甲烷绳菌属MethanolineaMethanoregula*甲烷螺菌属Methanospirillum [23] 湖泊沉积物 瑞典北部 马赛球菌属MethanomassiliicoccusMethanoregula* [24] 海洋沉积物 智利、挪威、南极、波罗的海等 马赛球菌属Methanomassiliicoccus甲烷螺菌属Methanospirillum甲烷叶菌属Methanolobus甲烷泡菌属Methanofollis甲烷胞菌属Methanocella甲烷粒菌属MethanocorpusculumMethanoregula* [18] 水体 水生周丛植物生物膜 圣劳伦斯河（加拿大） 甲烷杆菌目Methanobacteriales甲烷球菌目Methanococcales甲烷八叠球菌目Methanosarcinales [11] 富营养水体 巢湖、东湖、滇池（中国） — [14] 海水 赤道北部太平洋 马赛球菌属Methanomassiliicoccus [25] 海水 南极 甲烷微菌纲Methanomicrobia [26] 土壤 稻田土壤 万山矿区、铜仁矿区、凤凰矿区（中国） 甲烷螺菌属MethanospirillumMethanosphaerula*Methanoregula*马赛球菌属Methanomassiliicoccus甲烷叶菌属Methanolobus甲烷泡菌属Methanofollis甲烷粒菌属Methanocorpusculum甲烷胞菌属Methanocella甲烷球菌纲Methanococci甲烷杆菌纲Methanobacteria [12, 15, 27] 稻田土壤 阿肯色大学水稻研究和推广中心（美国） Methanoregula*甲烷胞菌属Methanocella甲烷螺菌属Methanospirillum [28] 泥炭地 波的尼亚湾（瑞典） Methanoregulaceae*马赛球菌科Methanomassiliicoccaceae甲烷杆菌科MethanobacteriaceaeMethanoregulaceae*Methanotrichaceae* [29] 沼泽地土壤 大沼泽地国家森林公园（美国） 甲烷胞菌属Methanoregula甲烷叶菌属MethanolobusMethanoregula* [30] 湿地土壤 瑞典北部 甲烷八叠球菌目Methanosarcinales热源体门Thermoplasmatota [31] 高原永久冻土 青藏高原（中国） 甲烷胞菌属MethanocellaMethanoregula* [32] 永久冻土 博南扎河（美国） 甲烷叶菌属MethanolobusMethanoregula*马赛球菌属Methanomassiliicoccus [18] 永久冻土 阿拉斯加州（美国）、瑞典、芬兰等 — [33 − 35] 注：“*”表示部分目、科和属暂无中文译名；“—”表示没有检测该环境中产甲烷菌的具体种类. Note: “*” indicates that some orders, families, and genera do not have Chinese translated names; “—” indicates that the specific species of methanogens in the environment is not detected. 
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表 2 实验室纯培养中的汞甲基化产甲烷菌
Table 2. Mercury methylators of methanogens in laboratory pure cultures
细菌名称Strain 纲Class 目Order 科Family 编号Number 温度/℃Temperature 底物Substrate 产甲烷途径Methanogenic pathway 甲基化效率/%Methylation efficiency （MeHg/THg） 文献Reference Methanofollis liminatans GKZPZ 甲烷微菌纲 甲烷微菌目 甲烷微菌科 DSM 4140 40 H2+CO2/甲酸、丙醇、丁醇 CO2还原途径 0.19—2.25 [16, 55] Methanocorpusculum bavaricum 甲烷微菌纲 甲烷微菌目 甲烷粒菌科 DSM 4179 37 H2+CO2/甲酸、丙醇、丁醇 CO2还原途径 0.24 [16, 56] Methanospirillum hungatei JF-1 甲烷微菌纲 甲烷微菌目 甲烷螺菌科 DSM 864 30—37 H2+CO2/甲酸 CO2还原途径 43.00—64.20 [16, 50] Methanosphaerula palustris E1-9c 甲烷微菌纲 甲烷微菌目 Methanoregulaceae* DSM 19958 30 H2+CO2/甲酸 CO2还原途径 15.00 [16, 57] Methanolobus tindarius 甲烷微菌纲 甲烷八叠球菌目 甲烷八叠球菌科 DSM 2278 37 甲醇、甲胺 甲基营养途径 0.32—22.10 [9, 16, 47] Methanomethylovorans hollandica 甲烷微菌纲 甲烷八叠球菌目 甲烷八叠球菌科 DSM 15978 34—37 甲醇、甲胺、甲硫醇、二甲基硫醚 甲基营养途径 1.03—3.00 [9, 16, 48] Methanocella paludicola SANAE 甲烷微菌纲 甲烷胞菌目 Methanocellaceae* DSM 17711 37 H2+CO2/甲酸 CO2还原途径 8.63 [16, 58] Methanomassiliicoccus luminyensis B10 热源体纲 马赛球菌目 马赛球菌科 DSM 25720 37 甲醇/H2 甲基营养途径 1.01—53.40 [16, 18, 46] 注：八株菌均属于古菌界、广古菌门；“*”表示部分科暂无中文译名. Note: All the eight strains belong to the Euryarchaeota of Archaea；“*” indicates that some families do not have Chinese translated names.
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